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Plateformes de recherche

Pathologie

La plateforme de recherche en pathologie George et Olga Minarik

Emplacement : E-604.1/E-621

La plateforme de recherche en pathologie George et Olga Minarik (RPF) est une installation de recherche à service complet faisant partie du Centre de thérapies expérimentales du cancer de Montréal (CTECM) et a été créée pour fournir des services aux chercheurs associés au CTECM et à l’Institut Lady Davis (ILD), ainsi qu’à d’autres universités et entreprises. Notre objectif est de fournir des services de pathologie et d’histologie pour soutenir la recherche à l’Institut. Le mandat de la RPF est d’accélérer la recherche translationnelle au CTECM.

Services

  • Consultation pour la préparation des tissus

  • Traitement à la paraffine et inclusion

  • Coupe de tissus en paraffine et congelés

  • Coupe des blocs de paraffine en boucles

  • Conception, construction et coloration de matrices tissulaires (TMA)

  • H&E et colorations spéciales*

  • Immunohistochimie et immunofluorescence (coloration simple et double)

  • Analyse microscopique par un pathologiste

  • Numérisation des lames à 20X ou 40X

*Coloration spéciales: Trichrome de Masson, Fer de Perl, PAS, Rouge Sirius, Bleu de Luxol, Von Kossa, Oil-O-Rouge, Giemsa…

Exemples de colorations spéciales, d’IHC, double IHC et double IF

La plateforme de recherche en pathologie George et Olga Minarik (RPF)

Alan Spatz, MD : Directeur
Naciba Benlimame, PhD : Gestionnaire, Salle E-613, poste 24538
Lilian Canetti : Technicienne, Salle E-619, poste 23698

Protocole standard pour les échantillons de tissus fixés au formol et inclus en paraffine, ainsi que les échantillons de tissus congelés

La fixation est une étape cruciale dans la préparation des coupes histologiques. Si elle n’est pas effectuée dans des conditions optimales ou si la fixation est retardée, un échantillon de tissu peut être endommagé de manière irréversible. L’objectif principal de la fixation des tissus est de préserver les cellules et les composants tissulaires dans un état « semblable à la vie » de manière à permettre la préparation de coupes minces et colorées.

La fixation des tissus peut être réalisée par des moyens physiques ou chimiques :

  • La fixation physique par très basse température (cryofixation)
  • La fixation chimique par (a) agents de réticulation, (b) déshydratation chimique, et (c) coagulation.

En général, les fixatifs chimiques de réticulation (formaldéhyde, glutaraldéhyde) offrent la meilleure préservation des structures cellulo-tissulaires. Veuillez noter que ces fixatifs peuvent souvent modifier la conformation de nombreux antigènes, diminuant ainsi la réactivité du marquage immunologique.

Remarques : Si vous avez des questions ou si vous doutez de l’intégrité de votre spécimen, n’hésitez pas à nous contacter. Nous serons heureux de vous aider en fonction de vos besoins. Un échantillonnage et une fixation appropriés font toute la différence pour obtenir des résultats fiables.

A. Fixation au Formol :

  1. Récolter le tissu et le rincer dans du PBS pour éliminer le sang (par exemple, perfusion pulmonaire)
  2. Placer le tissu dans au moins 20 volumes de formol tamponné à 10 %.
  3. Incuber pendant le temps de fixation nécessaire : le temps de fixation variera pour les petits et grands tissus 12 à 24 heures à température ambiante ou plus longtemps à 4 °C.
  4. Stocker à 4 °C dans de l’éthanol à 70 %.
  5. Préparer des cassettes d’histologie pour le traitement du tissu.
Note

Pour les échantillons calcifiés, veuillez nous contacter avant.

Pathologie 1
  • Inscrire le nom du PI et la date au crayon, sur les cotés
  • Inscrire l`ID de l`échantillon au crayon sur le devant
Veuillez ne pas utiliser de stylos à encre  :

L’identification à l’encre sur vos cassettes sera effacée lors des étapes de traitement au xylène/alcool !

Notes
1.

Les échantillons doivent être placés dans les cassettes dans la même orientation que celle nécessaire pour l’inclusion (c’est-à-dire que la face du tissu à découper en premier doit être placée vers le bas de la cassette).

2.

Les petits morceaux de tissu < 1-2 mm doivent être placés entre des éponges bleues ou enveloppés dans du papier optique à l’intérieur d’une cassette.

Rappelez-vous :

La fixation au formol est faible et partiellement réversible. Par conséquent, vous ne devez pas stocker les échantillons en tampon après la fixation au formol. Si vous devez stocker des échantillons pendant une longue période, utilisez du formol à 10 % frais ou de l’éthanol à 70 % et stockez dans un endroit frais.

3.

Couvrir toutes les cassettes avec un excès d’éthanol à 70 % dans un récipient avec un bouchon vissé, et stocker à 4 °C jusqu’à la soumission au centre de recherche. Les récipients ne doivent pas contenir plus de 80 % de leur capacité maximale.

4.

Les récipients doivent être secs à l’extérieur et placés dans un sac en plastique pour échantillons à risque biologique. Ce sac doit être correctement fermé. Le sac fermé avec le formulaire de demande d’histologie complété peut être remis à la réception du Centre de pathologie moléculaire au E-603, pavillon E.

Les soumissions d’échantillons qui ne respectent pas cette politique d’acceptation des spécimens RPF seront rejetées.

5.

Le personnel du noyau d’histologie vous contactera lorsque les échantillons seront prêts.

Rappelez-vous :

Tous les services sont fournis selon le principe du premier arrivé, premier servi.

ATTENTION :

Avant d’apporter ou d’envoyer tous vos échantillons à notre installation, assurez-vous de remplir le formulaire de demande pour « l’inclusion en paraffine » disponible sur notre site Web ou contactez Mme Lilian Canetti au poste 23698 pour obtenir une copie. Votre demande sera traitée plus facilement en incluant tout détail spécifique, des besoins particuliers et des informations de contact à jour (votre nom, nom du PI, date et extension téléphonique).

Toutes les personnes qui collectent, manipulent, envoient ou transportent des spécimens au Centre de pathologie de recherche doivent s’assurer que le contenant utilisé est approprié à des fins spécifiques (récipient avec le couvercle bien fermé avec un volume suffisamment grand pour le nombre de cassettes et qui s’adapte à un sac pour échantillons à risque biologique), est correctement fermé et n’est pas contaminé extérieurement par le contenu (Éthanol 70%). Les soumissions d’échantillons qui ne respectent pas cette politique seront rejetées.

B. Fixation par congélation :

Notes

Avant de planifier un projet de coupe congelée, veuillez noter que :

  • Avant d’apporter vos échantillons à la plateforme centrale, veuillez nous contacter pour prendre rendez-vous.

Le travail sur tissu congelé nécessite toujours un rendez-vous préalable.

  • Les échantillons de tissus fixés et non fixés peuvent être sectionnés en tant qu’échantillons congelés.

Si le tissu n’est pas préservé par un fixatif, il est impératif que le tissu soit congelé aussi rapidement que possible après la récolte pour éviter l’autolyse.

  • Les échantillons destinés à la section sur un cryostat peuvent être acceptés soit en tant que tissu frais sur glace, soit en tant que tissus fixés au formol dans du saccharose à 30 % (dans un contenant scellé), soit en tant que tissus « snap-frozen », soit en tant que blocs incorporés dans de l’OCT.
  • Les échantillons fixés au formol dans du saccharose à 30 % doivent être soumis à la réception du Centre de pathologie moléculaire au E-603 comme décrit au point A.

  • Les échantillons congelés avec le formulaire de demande d’histologie complété peuvent être livrés à la réception du Centre de pathologie moléculaire au E-603 uniquement le jour de votre rendez-vous. Les échantillons clairement étiquetés doivent être fournis dans une boîte en polystyrène avec un volume de glace sèche, suffisamment grand. La boîte doit être fermée avec du ruban adhésif, et il doit être indiqué que la boîte contient des échantillons sur glace sèche. Le formulaire de demande d’histologie doit être attaché à la boîte. Les spécimens dans l’azote liquide ne sont pas acceptés.

  • Les échantillons de tissus frais sur de la glace avec le formulaire de demande d’histologie complété peuvent être livrés à la réception du Centre de pathologie moléculaire au E-603 uniquement le jour de votre rendez-vous. Les échantillons clairement étiquetés doivent être fournis dans une boîte en polystyrène avec un volume de glace suffisamment grand. La boîte doit être fermée avec du ruban adhésif, et il doit être indiqué que la boîte contient des échantillons sur glace. Le formulaire de demande d’histologie doit être attaché à la boîte. Les spécimens dans l’azote liquide ne sont pas acceptés.

Les soumissions d’échantillons non conformes à cette politique d’acceptation seront rejetées.

  • Ne jamais décongeler un tissu congelé, sinon des artéfacts de cristaux de glace se formeront.

Taille de l`échantillon :

Une taille plus petite est préférable car elle peut être congelée plus rapidement qu’une plus grande. Cependant, lors de la préparation d’un échantillon frais pour une section congelée, l’épaisseur n’est pas aussi critique que pour un échantillon de traitement en paraffine ; elle peut être d’environ 1 cm ou un peu plus.

Rincer et sécher :

Retirez l’excès de liquide entourant le tissu par absorption avec un papier absorbant (Kimwip), de la gaze ou du papier essuie-tout avant de congeler. Sinon, ces liquides formeront des cristaux de glace à la surface du tissu et empêcheront le tissu de s’attacher au milieu de congélation (par exemple, l`OCT) lorsque le tissu est congelé et incorporé, ce qui causera beaucoup de difficultés pendant la coupe.

Incorporation de tissu non congelé dans un composé OCT

Pathologie 2
Cryomolds
Pathologie 3
O.C.T.
Notes
1.

Placez quelques gouttes d’OCT (en fonction de la taille du tissu à incorporer) au centre du fond du moule cryogénique. Veillez à sélectionner la taille appropriée du moule d’inclusion en fonction de la taille des tissus à incorporer.

2.

Placez l’échantillon de tissu non congelé dans les gouttes et orientez-le. Assurez-vous que le côté touchant le fond du moule cryogénique est le côté que vous souhaitez sectionner en premier. Poussez délicatement le tissu avec des pinces pour vous assurer que la surface inférieure du tissu est correctement placée, au niveau du contenant, touchant le fond et que le tissu est situé au centre du moule.

Soyez très prudent lors de l’orientation de l’échantillon car cela est important pour la démonstration d’une morphologie correcte.

3.

Déposez soigneusement plus d’OCT sur le spécimen jusqu’à ce qu’il soit complètement couvert. Aucune partie du tissu ne doit rester exposée. Si vous utilisez un moule cryogénique pour incorporer votre tissu, assurez-vous de remplir complètement le moule.

4.

Évitez la formation de bulles d’air. Retirez toutes les bulles à l’intérieur de l’OCT. C’est important car les bulles d’air créeront des problèmes lors de la découpe des sections.

5.

Laissez reposer pendant 15 à 30 secondes pour permettre à l’OCT de mouiller la surface du tissu.

6.

Placez le moule cryogénique avec l’échantillon recouvert d’OCT à la surface de l’isopentane froid/2-méthylbutane ou à la phase vapeur juste à côté de l’azote liquide, avec le côté plat vers le bas à l’aide de pinces longues.

Remarque : Ne congelez pas le tissu en le plongeant dans l’azote liquide, cela provoquera des fissures dans les blocs qui les rendront très difficiles voire impossibles à sectionner. Cela se produit car le tissu extérieur commence à geler plus rapidement que la partie interne.

7.

Après le durcissement du composé OCT (cela se produira en 0,5 à 1 minute), enveloppez le bloc incorporé dans l’OCT dans du papier aluminium et placez-le dans un sac ou un flacon étiqueté.

Stockage :

Les blocs congelés peuvent être temporairement stockés dans de la glace sèche. Transférez les blocs dans un congélateur à -80 °C (mois) ou dans un réservoir de stockage d’azote liquide (années).

À partir de ce point, l’échantillon ne doit jamais être décongelé sauf s’il y a une exigence spécifique.

Contact

Dr Alan Spatz

Directeur scientifique

Naciba Benlimame, PhD

Gestionnaire

Institut Lady Davis de recherches médicales, Salle E-621
Hôpital général juif
3755, chemin de la Côte Ste-Catherine 
Montréal, Qc
H3T 1E2

(514) 340-8222, poste 24538
(514) 340-8222, poste 23698
Fax : (514) 340-8716
nbenlimame@jgh.mcgill.ca

Lilian Canetti

Technicienne

Institut Lady Davis Institute de recherches médicales, Salle E-604-1
Hôpital général juif
3755, chemin de la Côte Ste-Catherine
Montréal, Qc
H3T 1E2

(514) 340-8222, poste 23698
Fax : (514) 340-8716
lcanetti@jgh.mcgill.ca